Дмитрив Н. И., Падило Л. П., Агольцов В. А., Черных О. Ю. Лабораторная диагностика бешенства животных // Научная жизнь. 2025. Т. 20. Вып. 5 (143). С. 1365-1376. DOI: 10.35679/1991-9476-2025-20-5-1365-1376

Дмитрив Николай Иванович, аспирант, ФГБОУ ВО «Кубанский государственный аграрный университет им. И. Т. Трубилина»: Россия, Краснодарский край, г. Краснодар, ул. Калинина, 13.
Падило Лариса Павловна, канд. биол. наук, доцент кафедры «Болезни животных и ветеринарно-санитарная экспертиза», ФГБОУ ВО «Саратовский государственный университет генетики, биотехнологии и инженерии им. Н. И. Вавилова»: Россия, 410012, Саратовская обл., г. Саратов, пр-кт им. Петра Столыпина, зд. 4, стр. 3.
Агольцов Валерий Александрович, д-р ветеринар. наук, профессор кафедры «Болезни животных и ветеринарно-санитарная экспертиза», ФГБОУ ВО «Саратовский государственный университет генетики, биотехнологии и инженерии им. Н. И. Вавилова»: Россия, 410012, Саратовская обл., г. Саратов, пр-кт им. Петра Столыпина, зд. 4, стр. 3.
Черных Олег Юрьевич, д-р ветеринар. наук, профессор, профессор кафедры «Микробиология, эпизоотология и вирусология», ФГБОУ ВО «Кубанский государственный аграрный университет им. И. Т. Трубилина»: Россия, Краснодарский край, г. Краснодар, ул. Калинина, 13.

Тел.: (917) 207-40-45
E-mail: Agoltsov-Saratov@yandex.ru

Бешенство – смертельное вирусное заболевание, передающееся при укусах инфицированных животных. Цель исследования – систематизировать актуальные данные зарубежных ученых о методах лабораторной диагностики возбудителя бешенства животных. В работе обобщена информация из англоязычных литературных источников зарубежных ученых-рабиологов, которая касается методов лабораторной диагностики вируса бешенства в мире. Рассмотрены как классические методы диагностики, так и предложены альтернативные способы лабораторной детекции в экспериментальных условиях. Диагноз обычно ставится посмертно с помощью прямого теста на флуоресцентные антитела (DFAT). Метод флуоресцирующих антител (МФА) позволяет выявлять практически у 100% образцов антиген вируса, взятых от инфицированных животных. Как метод для прижизненной диагностики позволяет выявлять антигены возбудителя в отпечатках роговицы. А для посмертной диагностики отбирают фрагменты головного мозга и слюнных желёз. В последнее время разработана полимеразная цепная реакция (ПЦР), позволяющая выявлять вирусную РНК в слюне, слезной жидкости, кожных биоптатах, цереброспинальной жидкости. ИФА позволяет обнаружить антигены и антитела к возбудителю бешенства в сыворотке крови ликворе, тканях мозга. В Индии данные о бешенстве крупного рогатого скота сильно занижены, поскольку религиозные настроения ограничивают его диагностику, препятствуя проведению вскрытия, в частности вскрытию черепа. В этой связи образцы периферических тканей, иннервируемых черепно-мозговыми нервами, потенциально могут быть использованы в качестве альтернативных диагностических образцов головного мозга. Описан новый подход к диагностике бешенства у коровы с подозрением на бешенство, используя образцы кожной ткани носогубной пластины, полученные посмертно. Образцы тканей головного мозга и носогубной впадины дали положительный результат на бешенство с помощью обычной полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией. Ранее было показано, что этот метод обладает высокой диагностической чувствительностью у животных.

Список литературы:

1. Ashwini M. A., Pattanaik A., Mani R. S. Recent updates on laboratory diagnosis of rabies. Indian J Med Res. 2024 Jan 1;159(1):48-61. doi: 10.4103/ijmr.ijmr_131_23. Epub 2024 Mar 4. PMID: 38376376; PMCID: PMC10954107.
2. Cappelari B. E., Godinho F. M. S., da Silva A. G., Belaguarda A. A., Balz K., da Rosa J. C. A., Ferreira J. C., Bertagnolli A. C., Roehe P. M., Batista H. B. C. R., Franco A. C., Mayer F. Q., Campos A. A. S., Dantas G. Laboratory validation of confirmatory tests for rabies diagnosis: Approaches to reduce animal use and facilitate sample collection. Transbound Emerg Dis. 2022 Nov;69(6):3449-3456. doi: 10.1111/tbed.14701. Epub 2022 Sep 16. PMID: 36070102.
3. Challhua R., Akashi L., Zuñiga J., Beatriz de Carvalho Ruthner Batista H., Moratelli R., Champi A. Portable reduced graphene oxide biosensor for detection of rabies virus in bats using nasopharyngeal swab samples. Biosens Bioelectron. 2023 Jul 15;232:115291. doi: 10.1016/j.bios.2023.115291. Epub 2023 Mar 31. PMID: 37060864.
4. Ciconello F. N., Katz I. S. S., Fernandes E. R., Guedes F., Silva S. R. A comparative review of serological assays for the detection of rabies virus-specific antibodies. Acta Trop. 2022 Feb;226:106254. doi: 10.1016/j.actatropica.2021.106254. Epub 2021 Nov 20. PMID: 34808119.
5. Claassen D. D., Odendaal L., Sabeta C. T., Fosgate G. T., Mohale D. K., Williams J. H., Clift S. J. Diagnostic sensitivity and specificity of immunohistochemistry for the detection of rabies virus in domestic and wild animals in South Africa. J Vet Diagn Invest. 2023 May;35(3):236-245. doi: 10.1177/10406387231154537. Epub 2023 Feb 13. PMID: 36782370; PMCID: PMC10185990.
6. Hegazy D. N., Hosseny E. N., Abo-Senna A. S. M., Salem Z. T., Khodeir M. H. Comparative evaluation of some techniques used for the detection of rabies virus. Open Vet J. 2023 Sep;13(9):1175-1183. doi: 10.5455/OVJ.2023.v13.i9.13. Epub 2023 Sep 30. PMID: 37842113; PMCID: PMC10576589.
7. Heydarabadi F. H., Abdoli A., Gharibzadeh S., Sayyah M., Bashar R., Sheikholeslami F. Role of autophagy in nerve cell apoptosis in mice infected with street rabies virus. Arch Virol. 2020 Dec;165(12):2857-2867. doi: 10.1007/s00705-020-04815-z. Epub 2020 Oct 9. PMID: 33034763.
8. Kimitsuki K., Saito N., Yamada K., Park C. H., Inoue S., Suzuki M., Saito-Obata M., Kamiya Y., Manalo D. L., Demetria C. S., Mananggit M. R., Quiambao B. P., Nishizono A. Evaluation of the diagnostic accuracy of lateral flow devices as a tool to diagnose rabies in post-mortem animals. PLoS Negl Trop Dis. 2020 Nov 5;14(11):e0008844. doi: 10.1371/journal.pntd.0008844. PMID: 33151941; PMCID: PMC7671516.
9. Kombila L. B., N'dilimabaka N., Lannoy J., Elguero E., Leroy E. M., Dacheux L., Becquart P. Serological evidence of natural exposure to rabies in rural populations in Gabon. PLoS Negl Trop Dis. 2024. Nov 14;18(11):e0012044. doi: 10.1371/journal.pntd.0012044. PMID: 39541402; PMCID: PMC11594427.
10. Medina Matías M. I., García-Luis M, Blanco Esquivel OE, Nicolás Reyes I, Domínguez Martínez MÁ, Fuentes-Mascorro G. Detection and Prevalence of Rabies in Bats from Oaxaca. Microorganisms. 2025 Jun 18;13(6):1417. doi: 10.3390/microorganisms13061417. PMID: 40572305; PMCID: PMC12196528.
11. Ortiz D. D., Lezcano F. O.. Dog and Cat Bites: Rapid Evidence Review. Am Fam Physician. 2023 Nov;108(5):501-505. PMID: 37983702.
12. Rodriguez M. F., Rodriguez R., Rodriguez A., Batista H., Samudio M., Cardozo W. Comparison of 4 laboratory tests for the detection of bovine rabies viral infection in Paraguay: fluorescent antibody test, rapid detection test, histologic lesions, and RT-PCR. J Vet Diagn Invest. 2024 Jul;36(4):522-528. doi: 10.1177/10406387241246712. Epub 2024 Apr 23. PMID: 38653733; PMCID: PMC11185112.
13. Sharma A. K., Prashar P., Bharti O. K., Thachamvally R., Thakur R., Kumar N., Shanmugasundaram K., Singha H., Bhattacharya T. K., Gulati B. R., Isloor S., Panda A. K., Sharma J., Hara M., Knobel D. Diagnosis of rabies using reverse-transcription polymerase chain reaction on post-mortem skin tissue specimens of the nasolabial plate in a rabies suspected cow: a case study. J Vet Med Sci. 2023 Aug 1;85(8):844-848. doi: 10.1292/jvms.23-0105. Epub 2023 Jun 19. PMID: 37331817; PMCID: PMC10466064.
14. Wobessi J. N. S., Feussom J. K., Tejiokem M. C., Abanda N. N., Salhine R., Sadeuh-Mba S. A., Njouom R. Update on laboratory data of animal rabies at the Centre Pasteur of Cameroon from 2014 to 2021. Res Vet Sci. 2023 Apr;157:6-12. doi: 10.1016/j.rvsc.2023.02.008. Epub 2023 Feb 23. PMID: 36842248.
15. Yamada K., Kuribayashi K., Inomata N., Noguchi K., Kimitsuki K., Demetria C. S., Saito N., Inoue S., Park C. H., Kaimori R., Suzuki M., Saito-Obata M., Kamiya Y., Manalo D. L., Quiambao B. P., Nishizono A. Validation of serum apolipoprotein A1 in rabies virus-infected mice as a biomarker for the preclinical diagnosis of rabies. Microbiol Immunol. 2021 Oct;65(10):438-448. doi: 10.1111/1348-0421.12929. Epub 2021 Aug 3. PMID: 34270107; PMCID: PMC9292310.

LABORATORY DIAGNOSTICS OF ANIMAL RABIES

Dmitriv Nikolay Ivanovich, postgraduate, Kuban state agrarian university named after I.T. Trubilin, Krasnodar, Russia.
Padilo Larisa Pavlovna, Cand. of Biol. Sci., Ass. Prof. of the Depart. of Animal diseases and veterinary and sanitary expertise, Saratov State University of Genetics, Biotechnology and Engineering named after N.I. Vavilov, Saratov, Russia.
Agoltsov Valery Alexandrovich, Dr. of Vet. Sci., Prof., Prof. of the Depart. of Animal diseases and veterinary and sanitary expertise, Saratov state university of genetics, biotechnology and engineering named after N.I. Vavilov, Saratov, Russia.
Chernykh Oleg Yuryevich, Dr. of Vet. Sci., Prof., Prof. of the Depart. of Microbiology, epizootology and virology, Kuban state agrarian university named after I.T. Trubilin, Krasnodar, Russia.

Keywords: rabies, rabies infection, virus, dogs, wild animals, bats.

Abstract. Rabies is a deadly viral disease transmitted by the bites of infected animals. The purpose of the study is to systematize the current data of foreign scientists on the methods of laboratory diagnostics of the causative agent of animal rabies. The paper summarizes information from English-language literary sources of foreign rabiologists, which concerns methods of laboratory diagnosis of rabies virus in the world. Both classical diagnostic methods are considered and alternative methods of laboratory detection under experimental conditions are proposed. The diagnosis is usually made postmortem using a direct fluorescent antibody test (DFAT). The method of fluorescent antibodies (MFA) makes it possible to detect the virus antigen from infected animals in almost 100% of samples. As a method for in vivo diagnosis, it allows the detection of pathogen antigens in corneal prints. Fragments of the brain and salivary glands are taken away for postmortem diagnosis. Recently, polymerase chain reaction (PCR) has been developed to detect viral RNA in saliva, tear fluid, skin biopsies, and cerebrospinal fluid. ELISA makes it possible to detect antigens and antibodies to the rabies pathogen in blood serum, cerebrospinal fluid, and brain tissues. In India, data on rabies in cattle are greatly underestimated, as religious sentiments limit its diagnosis, preventing autopsies, in particular, opening of the skull. In this regard, samples of peripheral tissues innervated by cranial nerves can potentially be used as alternative diagnostic brain samples. A new approach to the diagnosis of rabies in a cow with suspected rabies is described using samples of the skin tissue of the nasolabial plate obtained postmortem. Brain and nasolabial cavity tissue samples tested positive for rabies using a conventional reverse transcription polymerase chain reaction. It has previously been shown that this method has a high diagnostic sensitivity in animals.